Asian J Kinesiol Search

CLOSE


Asian J Kinesiol > Volume 25(1); 2023 > Article
Choi and Jee: Myocilin as a Potential Factor for the Fast Type Change in the Muscle Isoform Composition: A Mini Review

Abstract

BACKGROUND

Various factors-based properties of the skeletal muscle are determined by mechanical stress, chemical stimuli, neuromuscular stimuli, different protein isoforms etc. The properties of the muscle are formed in the process of the balance between anabolism and catabolism. Especially, the anabolism on the way of the cell proliferation to its differentiation is accompanied by various controlling signal pathways.

OBJECTIVE

The purpose of this study focused on the mTOR/S6K system, Myosin, and Myocilin among these signaling pathways, especially on previously reported studies on the contribution of Myocilin to the skeletal muscle fiber type transformation.

METHODS

To identify the molecular pathways related to muscle development, the KEGG Mapper was used to present the mTOR-related signaling system that has not been identified so far.

RESULTS

Consequently, it suggests that it affects the myogenic process, through the path of PI3K->AKT->MEF2->MyoC->mTOR->p70S6K->S6.

CONCLUSIONS

It also suggests that Myocilin serves as a potential effector to control skeletal muscle cell type. Furthermore, more detailed study on the potential target-oriented (to the fast or slow fiber type change) role of Myocilin for enhancing the health state by adjusted exercise programs developed by its optimal type, intensity, frequency, and time is awaited.

서론

모든 진핵세포는 액틴미오신 중합체를 가지고 있어 자체적으로 움직일 수 있다. 근육세포는 다른 세포와 다르게 액틴미오신 교차결합과 액틴필라멘트의 슬라이딩으로 특이적인 수축능력을 갖는다. 근육세포는 골격근세포(skeletal muscle cell), 심근세포(cardiac muscle cell), 평활근세포(smooth muscle cell), 그리고 근상피세포(myoepithelial cell) 4개의 범주로 나눠진다. 중배엽에서 유래되는 근육세포(골격근세포, 심근세포, 평활근세포)는 근육의 기능과 구조 및 발달과정이 모두 상이하다. 골격근 세포는 세포융합으로 다핵 구조를 형성하고 그 외 근육세포는 단핵 구조이다. 골격근세포와 심근세포는 근절이라 불리는 수축 단위가 규칙적으로 배열되어 있어 줄무늬가 나타나고, 내장조직에 주로 분포되어 있는 평활근 세포는 근절의 불규칙한 배열로 줄무늬는 보이지 않는 특징을 보인다. 외배엽에서 유래된 근상피 세포는 섬유형태로 발달되지 않고, 상피에 결합 조직 형태로 존재한다. 또한 젖샘, 침샘, 유선의 상피에서 액체를 방출하도록 돕거나 홍채의 확장근으로 수축 활동을 한다[1].
Myocilin (MyoC)은 이와 같은 상피세포, 신경세포, 유선, 고환 등 동물 조직에서 폭넓게 발현되고 골격근 성장을 유도하는 세포 경로와 관련이 있으며[2], 안구뿐만 아니라 심장, 골격근, 위, 갑상선, 골수, 흉선, 전립선, 소장 및 결장, 폐, 췌장, 고환, 난소, 척수, 림프절 및 부신에서 낮은 발현양을 보였으며, 뇌, 태반, 간, 신장, 비장 및 백혈구에서는 발현되지 않는 것으로 알려져 있다[3].
질적 그리고 양적으로 건강한 골격근의 형성을 위해서는 최적의 신체 활동에 의한 세포레벨에서의 신호 전달체계를 아는 것이 필수적이라고도 할 수 있다. 본 리뷰의 목적은 생체에 있어서 골격근의 건강 활성도를 높이기 위해 흔히 알려져 있는 세포레벨에서의 기전에 대해 문헌고찰을 통해 확인함과 동시에 골격근의 건강 활성도에 있어서 특히 속근 발현에 관련이 있어 보이는 MyoC의 역할 그리고 기존에 알려진 골격근의 양적 및 질적 향상과 연관된 인자들의 관련성에 대해 알아보는 것에 있다. 본 리뷰는 특히 오랫동안 안구에서 녹내장과 관련하여 많은 연구들이 보고된 MyoC가 골격근세포 분화와 근섬유 타입을 조절하는 잠재적 인자로서 근절 형성에 어떤 역할을 하고 있는지와 그에 따른 MyoC 작용 경로에 대해 조사보고자 한다.

근육세포 분화와 관련된 인자와 MyoC

골격근은 움직임, 자세유지, 호흡 등에 있어 필수적이다[4]. 골격근 분화는 여러 전사인자의 상호작용으로 이루어지며, 근아세포(myoblast)의 증식이 줄어들면서 세포모양이 확장되고 융합하여 여러 개의 핵을 보유한 근섬유로 발달하며 성숙과정을 거쳐 비로서 근수축 능력을 갖는다[5]. 지금까지 알려진 근세포 분화 인자로는 Myogenic regulatory factor (MRF)와 Myocyte enhancer binding factor (MEF)가 있다. 근육 전구세포에서 MyoD, Myogenin (MyoG), Myf5, Mef2와 같은 전사인자들은 p38/MAPK, Wnt, Sonic hedgehog (Shh) 경로로 발현되고, bone morphogenetic protein (BMP)와 Notch/Delta 경로가 억제되면서 근섬유 분화가 조절된다[6].
근관으로의 발달 과정은 두 번의 큰 변화를 거친다 <Figure 1>. 일차 근관(primary myotube)은 초기 근아세포가 융합하면서 근건(muscle tendon)사이에 배열하고, 일차 근관 표면에서 증식하는 후기단계의 근아세포가 융합되면서 이차 근관(second myotube)이 형성된다. 이 시기에 운동 뉴런의 축삭(motor-neuronal axon)이 신경 지배를 하면 비로서 근육으로서의 특징적인 수축 기능을 갖는다[7].
이 시점에서 다음과 같은 두 가지 타입의 미오신 중쇄가 생성된다; 지근(slow-twitch type I)과 속근(fast-twitch type II). 일차 근관 형성 시기에는 대부분 Type I 섬유가 생성되고[9] 근발생과정 후기인 이차 근관 형성 시기에는 Type II 섬유가 발달한다[10]. Rat유래의 근육세포인 L6 근아세포와 근관 분화 실험에서 시기별 발현되는 1170개의 단백질을 체계적으로 분석한 결과, 그중 379개의 단백질이 근아세포에서 근관으로 분화하는데 있어서 중요한 기능을 하는 것으로 보고되었다[11].
근육의 기능을 결정하는 근섬유 타입 구성비는 일반적으로 배아 근발생(embryonic myogenesis)시기에 유전에 의해 정해진다고 볼 수 있으나 후생학적으로 행해지는 운동의 형태 또는 질병 유무에 의해 섬유 타입 구성비가 달라진다. 그러나, 지금까지 근섬유 타입 구성비에 영향을 주는 잠재적 요인들이 무엇인지 구체적으로 알려져 있지 않고 있다.
근세포 발달이 시작되면서 분비되는 MyoC가 근세포 분화에 관련성이 있는지 조사해본 연구가 있는데, MyoC는 세포 증식과 생존을 조절하고[12] MyoG, myosin heavy chain2 (MYH2)와 함께 분화 초기에 발현됨이 확인되었다[13]. 근비대 메커니즘을 확인하기 위한 또 다른 연구에서 Rat골격근세포에 IL8을 처리했을 때 근세포 분화에 있어서 MyoC 발현이 강화되었다[14]. 이는 근세포 증식보다는 근 분화에 MyoC가 연관되어 있음을 시사한다. 더 나아가 MyoC가 근세포 발달에 있어 정확한 경로와 특히 섬유 타입 발달에 직접적인 영향을 주는지 확인해볼 필요가 있다. 본 연구진의 진행 중에 얻은 일부 결과에 따르면, MyoC 유전자 발현을 억제하였을 때(knock-down) Fast-twitch type II 유전자(MYH1, MYH2, MYH4) 발현이 줄어들었고, 반대로 과발현(overexpression) 시켰을 때 Slow-twitch type I (MYH7) 유전자와 Fast-twitch type II 유전자 발현이 증가되는 결과를 확인할 수 있었다. 이러한 결과는 미오신 형성과정에 MyoC가 관여하고 있음을 시사하며, 현재는 그 경로를 확인하고 있다. 최근의 연구에 의하면 MyoC는 transforming growth factor-β (TGF-β) 신호 경로에 영향을 주는 종양억제 단백질 CAV1 (Caveolin-1) 결합하여 C2C12 cell (mouse myoblast) 분화에 관여함이 보고되었다 [13]. 근세포 분화는 Mammalian target of raphamycin (mTOR) [15], TGF-β[16], Notch[17] 등 다양한 신호 전달 경로에 관여된다고 알려져 있다. 이러한 보고에 근거하여 MyoC는 근세포 분화에 관여하고 있으며 근세포 타입에도 영향을 끼친다고 추정된다.

골격근의 적응적 변화에 있어서의 미오신 (Myosin)

액틴 기반 미오신 단백질 복합체는 모든 근육세포 및 비근육세포에서 세포 움직임에 중요한 요소이며, Myosin heavy chain (MHC)는 근육의 기능, 성장, 발달의 핵심 인자이다. 최근들어 골격근 형성 과정을 이해하기 위한 연구가 활발이 이루어지고 있는데, 골격근 분화 시기별 발현되는 단백질 분석은 세포내-세포간 신호 전달 과정과 단백질 합성 및 분해, 단백질 접힘, 세포 부착 및 세포외 기질, 세포 구조 및 운동성, 대사과정, 세포소기관의 이동 등을 이해하는데 필수적이며[5], 이와 관련하여 근육세포의 미오신 구조를 보면 다양함을 알 수 있다. 골격근은 Slow-twitch type I인 지근 미오신 중쇄(MHC-I)와 Fast-twitch type II인 속근 미오신 중쇄 (MHCs, MHC-IIa, -IId/IIx, IIb등)로 구분된다[18]. Myosin II는 <Figure 2>에서 보이는 바와 같이 2개의 구형 머리와 2개의 꼬리가 있고, 꼬리부분은 미오신 분자의 이중꼬임 구조로 되어 있는 것을 알 수 있다[19].
근아세포 초기 분화 마커인 MyoD가 slow type Ⅰ보다 fast type Ⅱ에서 더 많이 발현되는 것을 확인하였고 단백질 기작 유무 실험에서 glycolytic fiber type이 더 촉진됨을 확인하였다[20]. Type Ⅱ fiber는 glycolytic enzyme이 풍부하고 빠른 수축 특성을 가지고 지고 있어 에너지 이용율이 빠르다[21]. 운동과 관련된 Glass 외(2005) 연구에 따르면, 운동과 동화작용은 근육량을 증가시키는데 동물 성체에서의 근비대는 흥미롭게도 근섬유의 수 증가라기 보다는 근섬유 크기 증가와 관련 있다고 보고하였다[22].
기계적 스트레칭 자극을 주었을 때 생성되는 Phospholipase D (PLD)는 라파마이신(rapamycin)과 경쟁적으로 mTOR를 활성화시켜 근육량 증가로 이어 짐을 보고하였으나[23], 유산소 운동으로 유도되는 근육양 증가 및 대사 과정은 정확히 알려져 있지 않다. 특히 고강도 운동으로 인한 근육 강화는 신진대사 및 질병 예방에 효과적이라는 연구 결과가 계속해서 발표되고 있으며, 고강도 유산소 운동에 의해서는 Trim63, Fos, Col1a1 and Six2 유전자가 조절되는 것으로 보고되었다[24]. 고강도 운동으로 근절의 섬유타입 전환에 필수적인 요소들이 <Figure 3>처럼 점점 명확히 밝혀지고 있다[25]. 이와 관련하여, 추후에는 어떤 형태의 운동이 에너지 이용율이 높은 Fast type fiber 발달에 효과적인지 알아볼 필요가 있겠다.

근섬유 타입형성에 있어 중요한 mTOR/S6K1 Pathway

세포 성장과 분열은 단백질, 지질, 그리고 핵산 생산을 위한 동화작용과 이를 분해시키는 이화작용이 동시에 일어나면서 균형이 유지되야 대사 항상성이 이루어진다[26]. 이러한 과정이 활발하게 이루어지고 있는 골격근은 신체의 움직임과 성장뿐만 아니라 신진대사의 핵심 요소로 인식되고 있다[27]. 특히, 골격근에 있어서 생성 과정은 mTOR, FoxO, NF-kB 및 β-catenin 신호경로를 통하여 이루어짐이 알려져 있다[22]. 최근 mTOR 신호전달 체계는 근비대 및 근손실을 조절함으로써 근육 항상성을 유지하는 경로로 관심이 집중되고 있다. mTOR은 성장인자와 영양소 등 외부 신호에 따라 단백질 합성을 포함한 다양한 대사 과정을 제어하는 세포 성장과 대사 조절자로 알려져 있다. mTOR는 mRNA 전사 과정, 핵산, 단백질, 지질 합성 및 분해에 관여하여 세포의 성장과 세포대사 및 질병에 이르기까지 그 역할이 다양하다[26]. mTOR는 PI3K-related kinase(PIKK) 그룹에 속하며 세린/트레오닌 단백질 인산화효소(kinase)로 mTOR Complex1 (mTORC1)과 mTOR Complex2 (mTORC2) 복합체가 존재한다. mTORC1은 이 모든 과정을 조절하는 중요인자이며 면역억제제인 라파마 이신과 그 유사체제가 mTOR을 억제시키는 잠재적 항암 치료 작용제로 최근 각광받고 있기도 하다[28]. mTORC1 기질 중 p70S6 Kinase1 (S6K1)과 elF4E Binding Protein (4EBP)은 인산화 과정을 거쳐 단백질 합성을 조절하는 물질인데[28], 근육은 mTOR, S6K1와 4E-BP1 (eukaryotic initiation factor 4E-binding protein) 신호 전달로 조절된다[29]. S6K는 2개의 동형체 p70/p85 S6K1, p54/p56 S6K2가 존재한다[30]. S6K 동형체는 구조적 상동성이 높아서 일반적으로 비슷한 기능을 하지만 최근 연구에 의하면 뚜렷하게 반대 기능을 나타내기도 한다[31]. 고강도 저항성 운동 후 AMPK, S6K1 인산화가 증가하고 4E-BP1인산화는 감소 후 증가하며, mTOR 하위 단계에 있는 S6K1이 고강도 저항성 운동 후 Type I보다 Type II에서 인산화가 더욱 증가한 것을 확인하였다[32]. 근섬유 타입이 섞여 있는 근육은 운동 후 발현되는 AMPK 활성에 의해 섬유 유형이 전환되며 근육의 질 또한 달라 질 수 있다[33].
KEGG (Kyoto Encyclopedia of genes and genomes) 데이터베이스는 알려지지 않은 세포나 유기체의 기능을 밝히기 위해 관심있는 유전자 나 대규모 분자를 분석할 수 있는 프로그램이다. 근단백질 발현과 관련된 분자적 경로를 확인하기 위하여 KEGG Mapper를 활용하여 지금까지 밝혀진 mTOR관련 신호전달체계를 제시하였다<Figure 4>[34].

골격근의 가소성과 MyoC

MyoC는 딕토스테륨 디스코디움(D. discoideum) MHC와 77.6% 상동성을 가지며, 심장 β-MHC와 25% 상동성이 있다고 알려졌다[35]. 이후 MyoC에 관한 연구는 결합조직안에서 구조적 역할을 하고 있음을 확인하였으나 신호전달 물질로서는 아직 명확히 알려져 있지 않았다. 미오신과 상호작용하는 MyoC는 세안그물 세포(trabecular meshwork cell)의 미오신 조절 경쇄(myosin regulatory light chain, RLC)와 상호작용하는 것으로 알려져 있으며[36], Dystrophin associated protein complex (DAPC)와 결합하여 근세포 분화를 유도하는 것으로 알려진 MyoC를 과발현시킨 유전자 변이 쥐에서 Akt, mTOR, FoxO3 전사인자 인산화가 증가되고 근비대가 일어남을 확인하였다[37]. 근육비대 조절자인 MyoC는 세부적으로 Dystrophin subunit인 알파-신드로핀(α-syntrophin)과 결합함을 확인하였다 [38]. Lynch 외(2018)의 연구에 따르면 변이 마우스에서 MyoC는 15배 과발현되었고 대략 40%의 비복근 비대를 보고하였다. 게다가 변이 마우스의 근절에서 M band 형태가 MyoC 결합으로 그 구조가 강화되었음을 확인하였다[39]. 이것은 한번 형성된 비복근 섬유가 쉽게 분해되지 않음을 시사한다. 최근에 들어서야 MyoC가 생체내에 Tetramer, Octamer, Cleaved or Dimer 등 ~20/30에서 >300kDa 크기까지 다양한 분자 형태로 존재함을 확인하였다[40]. 또한 MyoC는 전사인자 MEF2c-Dependent 하위단계 인자로서 암발생 유래 근육 손실과 악액질(Cachexia) 환자의 근육에서 MyoC 발현양이 감소함을 확인하였다[41]. 이 가운데 Myocyte enhancer-binding factor 2c (MEF2c)는 근육 장애, 암, 신경계 질병, 심장병에서는 골격근 비대 과정에 작동하는 전사인자로 PI3K/AKT, p38 MAPK, Wnt signaling에 관여한다[42].

결론

근섬유특성은 미오신 구성과 이에 따른 섬유타입, 대사 메커니즘, 칼슘 항상성 등 세포 구조뿐만 아니라 기능적인 면 등 복합적이다. 그러나 근섬유 타입에 관한 유전자 발현 패턴 및 전사인자와 전이 관련 요소들은 아직까지도 그 역할들에 대해서 명확하게 정립되지 않고 있다. 본 리뷰는 첫째, 과거 보고된 연구를 통하여 MyoC가 골격근 세포 분화에 영향을 주는 인자임을 확인하고, MyoC Tg 실험에서 비복근 세포 근절의 M band 형태를 강화시켜 fast type 섬유에서 그 함유량이 높음을 확인할 수 있었다[39]. 둘째, 근 비대 과정 중 근세포 타입 형성에 영향을 준다고 여겨지는 MyoC 작용과정을 통해 PI3K/AKT/MEF2c/MyoC/mTOR/p70S6K/S6의 경로를 다음과 같이 추정할 수 있었다<Figure 5>. 셋째, 운동은 근육생성을 유도하는 중요한 활동이다. 근비대를 조절할 수 있는 운동의 형태, 강도, 빈도, 시간 등에 따른 MyoC 발현여부, 그리고 잉여 에너지 이용효율이 높은 fast type fiber 형성 유도, 그리고 이를 활용할 수 있는 생체 반응의 세부적인 분류에 대해서는 앞으로 이루어져야 할 새로운 연구 영역이라 할 수 있겠다.

Acknowledgements

This study was supported by Research Grant (Grant no. KSSO201905) from Korean Society for the Study of Obesity and by the Basic Science Research Program through the National Research Foundation of Korea (NRF), funded by the Ministry of Education (Grant number: 2021R1I1A3047088).

Conflicts of Interest

We declare that there is no conflict of interests between authors.

Figure 1.
skeletal muscle differentiation and fiber type specification. These myoblasts develop into myotubes as myogenin is gradually expressed. After these processes, cell fusion, MHC generation and arrangement are followed by fiber type specification [8].
ajk-2023-25-1-19f1.jpg
Figure 2.
Myosin Ⅱ. A myosin Ⅱ molecule is composed of two heavy chains(green) and four light chains(blue)[19].
ajk-2023-25-1-19f2.jpg
Figure 3.
A sarcomere within a myofibril. This figure shows the main components of the muscle sarcomere. The molecular components are various in the slow(green) and fast(red) muscle fibers[25].
ajk-2023-25-1-19f3.jpg
Figure 4.
mTOR Signal Pathway. As shown in this diagram, MEF2c and myocilin that are related in the muscle development stage (yellow circle), is expected to react along the PI3K/AKT signal pathway(arrow) before activating mTOR pathway.
ajk-2023-25-1-19f4.jpg
Figure 5.
MyoC/mTOR expected Signal Pathway. This is expected Myocilin (MyoC) signal diagram.
ajk-2023-25-1-19f5.jpg

References

1. Alberts , Johnson , Lewis , et al. Molecular Biology of The Cell Sixth Edition. 2014; p.1232–1235.

2. Tomarev SI, Tamm ER, Chang B. Characterization of the Mouse Myoc/Tigr Gene. Biochem Biophys Res Commun. 1998; 245:887–893.
crossref pmid
3. Fingert JH, Ying L, Swiderski RE, et al. Characterization and Comparison of the Human and Mouse GLC1A Glaucoma Genes. Genome Res. 1998; 8(4): 377–384.
crossref pmid pmc
4. Dumont NA, Bentzinger CF, Sincennes MC, Rudnicki MA. Satellite Cells and Skeletal Muscle Regeneration. Comprhysiol. 2015; 1027–1059.
crossref pdf
5. Chal J, Pourquie O. Making muscle: Skeletal myogenesis in vivo and in vitro. Development. 2017; 144(12): 2104–2122.
crossref pmid pdf
6. Wagers AJ, Conboy IM. Cellular and molecular signatures of muscle regeneration: current concepts and controversies in adult myogenesis. Cell. 2005; 122(5): 659–667.
crossref pmid
7. Zhang M, Mclennan IS. During Secondary Myotube Formation, Primary Myotubes Preferentially Absorb New Nuclei at Their Ends. Dev Dyn. 1995; 204(2): 168–177.
crossref pmid
8. Kunihiro Sakum. Muscle Cell and Tissue: Current Status of Research Field. 2018; p.66–68.

9. Draeger A, Weeds AG, Fitzsimons RB. Primary, secondary and tertiary myotubes in developing skeletal muscle: A new approach to the analysis of human myogenesis. J Neuro Sci. 1987; 81(1): 19–43.
crossref
10. Henry CA, Amacher SL. Zebrafish slow muscle cell migration induces a wave of fast muscle morphogenesis. Dev Cell. 2004; 7(6): 917–923.
crossref pmid
11. Cui Z, Chen X, Lu B, et al. Preliminary quantitative profile of differential protein expression between rat L6 myoblasts and myotubes by stable isotope labeling with amino acids in cell culture. Proteomics. 2009; 9(5): 1274–1292.
crossref pmid pmc
12. Joe MK, Kwon HS, Cojocaru R, Tomarev SI. Myocilin Regulates Cell Proliferation and Survival. J Biol Chem. 2014; 289(14): 10155–10167.
crossref pmid pmc
13. Zhang Y, Li S, Wen X, Tong H, Li S, Yan Y. MYOC Promotes the Differentiation of C2C12 Cells by Regulation of the TGF-β Signaling Pathways via CAV1. Biology. 2021; 10(7): 686.
crossref pmid pmc
14. Milewska M, Domoradzki T, Majewska A, et al. Interleukin-8 enhances myocilin expression, Akt-FoxO3 signaling and myogenic differentiation in rat skeletal muscle cells. J Cell Physiol. 2019; 234(11): 19675–19690.
crossref pmid pdf
15. Rommel C, Bodine SC, Clarke BA, et al. Mediation of IGF-1-induced skeletal myotube hypertrophy by PI(3) K/Akt/mTOR and PI(3)K/Akt/GSK3 pathways. Nat Cell Biol. 2001; 3(11): 1009–1013.
crossref pmid pdf
16. Schabort EJ, Merwe M, Loos B, Moore FP, Niesler CU. TGF-β’s delay skeletal muscle progenitor cell differentiation in an isoform-independent manner. Exp Cell Res. 2009; 315(3): 373–384.
crossref pmid
17. Riquelme-Guzmán C, Contreras O, Brandan E. Expression of CTGF/CCN2 in response to LPA is stimulated by fibrotic extracellular matrix via the integrin/FAK axis. Am J Physiol Cell Physiol. 2018; 314(4): C415–C427.
crossref pmid
18. Sehiaffino S, Reggiani C. Myosin isoforms in mammalian skeletal muscle. J Appl Physiol. 1994; 77(2): 493–501.
crossref pmid
19. Alberts , Johnson , Lewis , et al. Molecular Biology of The Cell Sixth Edition. 2014; p.915–925.

20. Talbot J, Maves L. Skeletal muscle fiber type: using insights from muscle developmental biology to dissect targets for susceptibility and resistance to muscle disease. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol. 2016; 5(4): 518–534.
crossref pmid pmc pdf
21. Ahmetov II, Vinogradova OL, Williams AG. Gene Polymorphisms and Fiber-Type Composition of Human Skeletal Muscle. Int J Sport Nutr Exerc Metab. 2012; 22(4): 292–303.
crossref pmid
22. Glass DJ. Skeletal muscle hypertrophy and atrophy signaling pathways. Int J Biochem Cell Biol. 2005; 37(10): 1974–1984.
crossref pmid
23. Hornberger TA, Chien S. Mechanical Stimuli and Nutrients Regulate Rapamycin-Sensitive Signaling Through Distinct Mechanisms in Skeletal Muscle. J Cell Biochem. 2006; 97(6): 1207–1216.
crossref pmid
24. Jee HS, Park EM, Hur KH, Kang MJ, Kim US. High-Intensity Aerobic Exercise Suppresses Cancer Growth by Regulating Skeletal Muscle-Derived Oncogenes and Tumor Suppressors. Front Mol Biosci. 2022; 21(9): 818470.
crossref
25. Schiaffino S, Reggiani C. Fiber types in mammalian skeletal muscles. Physiol Rev. 2011; 91(4): 1447–1531.
crossref pmid
26. Saxton RA, Sabatini DM. mTOR Signaling in Growth, Metabolism, and Disease. Cell. 2017; 168(6): 960–976.
crossref pmid pmc
27. McCarthy JJ, Esser KA. Anabolic and catabolic pathways regulating skeletal muscle mass. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2010; 13(3): 230–235.
crossref pmid pmc
28. Schreiber KH, Arriola Apelo SI, Yu D, et al. A novel rapamycin analog is highly selective for mTORC1 in vivo. Nat Commun. 2019; 10(1): 3194–3206.
crossref pmid pmc pdf
29. Kimball SR, Farrell PA, Jefferson LS. Invited Review: Role of insulin in translational control of protein synthesis in skeletal muscle by amino acids or exercise. J Appl Physiol. 2002; 93(3): 1168–1180.
crossref pmid
30. Lee-Fruman KK, Kuo CJ, Lippincott J, Terada N, Blenis J. Characterization of S6K2, a novel kinase homologous to S6K1. Oncogene. 1999; 18(36): 5108- 5114.
crossref pmid pdf
31. Sridharn S, Basu A. Distinct roles of mTOR Targets S6K1 and S6K2 in Breast Cancer. Int J Mol Sci. 2020; 21(4): 1199–1216.
crossref pmid pmc
32. Koopman R, Zorenc AHG, Gransier RJJ, Cameron-Smith D, Loon LJC. Increase in S6K1 phosphorylation in human skeletal muscle following resistance exercise occurs mainly in type II muscle fibers. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2006; 290(6): E1245–E1252.
crossref pmid
33. Chen X, Guo Y, Jia G, Liu G, Zhao H, Huang Z. Arginine promotes skeletal muscle fiber type transformation from fast-twitch to slow-twitch via Sirt1/AMPK pathway. J Nutr Biochem. 2018; 61:155–162.
crossref pmid
35. Kubota R, Noda S, Wang Y, et al. A Novel Myosin-like Protein (Myocilin) Expressed in the Connecting Cilium of the Photoreceptor: Molecular Cloning, Tissue Expression, and Chromosomal Mapping. Genomics. 1997; 41(3): 360–369.
crossref pmid
36. Wentz-Hunter K, Ueda J, Yue BY. Protein Interactions with Myocilin. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2002; 43(1): 176–182.
pmid
37. Milewska M, Domoradzki T, Majewska A, et al. Interleukin‐8 enhances myocilin expression, Akt‐FoxO3 signaling and myogenic differentiation in rat skeletal muscle cells. J Cell Physiol. 2019; 234(11): 19675–19690.
crossref pmid pdf
38. Joe MK, Kee CW, Tomarev SI. Myocilin interacts with syntrophins and is member of dystrophin-associated protein complex. J Biol Chem. 2012; 287(16): 13216–13227.
crossref pmid pmc
39. Lynch JM, Dolman AJ, Guo C, et al. Mutant myocilin impacts sarcomere ultrastructure in mouse gastrocnemius muscle. PLoS One. 2018; 13(11): e0206801.
crossref pmid pmc
40. Martin MD, Huard DJE, Guerrero-Ferreira RC, Desai IM, Barlow BM, Lieberman RL. Molecular architecture and modifications of full-length myocilin. Exp Eye Res. 2021; 211:108729.
crossref pmid pmc
41. Judge SM, Deyhle MR, Neyroud D, et al. MEF2c-dependent downregulation of Myocilin mediates cancer-induced muscle wasting and associates with cachexia in cancer patients. Cancer Res. 2020; 80(9): 1816–1874.

42. Chen X, Guo Y, Jia G, Liu G, Zhao H, Huang Z. Arginine promotes skeletal muscle fiber type transformation from fast-twitch to slow-twitch via Sirt1/AMPK pathway. J Nutr Biochem. 2018; 61:155–162.
crossref pmid
TOOLS
Share :
Facebook Twitter Linked In Google+ Line it
METRICS Graph View
  • 0 Crossref
  •    
  • 2,050 View
  • 69 Download
Related articles in AJK


ABOUT
BROWSE ARTICLES
ARTICLE CATEGORY

Browse all articles >

AUTHOR INFORMATION
Editorial Office
The Office of 10th Gangnam Sangga, 303, Hyoryong-ro, Seochogu, Seoul, Korea (06643)
Tel: +82-10-4044-3814    E-mail: ajk.editor@gmail.com                

Copyright © 2024 by The Asian Society of Kinesiology and the Korean Academy of Kinesiology.

Developed in M2PI

Close layer
prev next